一、性别区分

 

小鼠和大鼠的性别区分主要依据生殖器官与肛门之间的距离、有无毛发覆盖以及乳头的明显程度等特征。以下分别讲解：

 

1、生殖器与肛门的距离：

 

雄性小鼠和大鼠的生殖器与肛门之间的距离较长，而雌性则较短。这一特征在幼龄仔鼠中尤为明显，因为它们的外生殖器未成熟，需要通过观察这些部位的距离来判断性别。

 

 

2、毛发覆盖情况：

 

雄性小鼠和大鼠在生殖器与肛门之间通常会有毛发生长，而雌性则没有毛发覆盖，两者之间可以见到一条纵行的沟。

 

3、乳头的明显程度：

 

雌性小鼠和大鼠的乳头比雄性更为明显。

 

4、生殖器官：

 

雄性阴茎朝头的方向突出，可轻轻挤压包皮使其露出而确认。雌性较小时可见闭合的阴道口，挤压亦可张开。

 

5、外观：

 

在某些情况下，雄鼠可能比雌鼠体型稍大，但这并不是绝对的，因为体型大小还受到品种、年龄和营养状况等多种因素的影响。

 

此外，新生小鼠和大鼠与成年鼠的性别区分可以参考以下建议：

 

（1）新生仔鼠：新生仔鼠的性别鉴定主要依靠外生殖器与肛门之间的距离。近者为雌性，远者为雄性。

 

（2）成年鼠：成年雄鼠的阴囊明显可见；雌鼠可见阴道开口且乳头明显。

 

需要注意的是，不同文献对具体细节描述略有差异，但总体上一致认为生殖器与肛门之间的距离是最重要的鉴别标志。

 

二、编号

 

小鼠与大鼠的编号方法主要分为染色法、耳孔法和剪趾法等。以下是详细说明：

 

1、染色法：

 

使用毛笔或棉签蘸取不同颜色的化学药品（如苦味酸或中性红）涂染在小

 

鼠特定部位的毛发上，以代表不同的编号。

 

编号次序采用九分法原则：先左后右、由前至后。

 

此方法适用于短期实验的小鼠，因为时间长了染料易退掉。

 

2、耳孔法：

 

使用专用的打孔器在小鼠耳朵上打孔或剪不同的缺口，用位置和孔数进行标记。一般右耳表示个位数，左耳表示十位数。

 

具体操作包括：右耳缘内侧的小孔表示1、2、3，耳缘外侧的单缺口表示4、5、6；左耳则相反。

 

对于黑色或棕色小鼠及裸鼠，可以采取特殊的编号方法，例如双耳无孔为1号，左耳打孔为2号，右耳打孔为3号，双耳打孔为4号。

 

适用于短期实验的大小老鼠，并且需要保证编号不对动物生理或实验反应产生影响。

 

3、剪趾法：

 

断趾法是最常见的编号方法之一，根据对新生小鼠前肢4趾和后肢5趾的切断位置来进行编号。应切断其一段趾骨，不能只断趾尖，防止伤口痊愈后辨别不清楚。

 

此方法常用于出生7天内的小鼠，并且需要在小仔5-7日龄内进行断趾。

 

三、抓拿固定

 

小鼠： 习惯用右手的同学，建议使用右手抓住小鼠尾部，将其提起并放在鼠笼铁纱网上或粗糙物上。在小鼠向前挣脱时，用左手的拇指和食指抓住其颈部皮肤，并以左手的小指和掌部夹住其尾部。空出的右手进行后续实验，习惯用左手的同学则相反操作。

大鼠：习惯用右手的同学，建议戴上防护手套，用右手抓住大鼠尾巴中部提起，左手按住背部皮肤。可使用手术台固定，将大鼠四肢放入手术台松紧环内，收紧环扣以固定。空出的右手进行后续实验，习惯用左手的同学则相反操作。

 

注意事项：

 

1、在整个过程中应保证人身和动物的安全，避免粗暴动作，防止动物咬伤或造成应激反应。

 

2、捉拿和固定时要胆大心细，不可粗暴对待动物。

 

3、小鼠尾巴的尾端容易断裂，抓小鼠应抓尾巴中部或根部。

 

4、大鼠的门齿很长，在抓取方法不当而受到惊吓或激怒时易将操作者手指咬伤，所以，取用时应轻轻抓住其尾巴后提起。

 

四、采血

 

实验动物的采血是动物实验中常见的操作，其方式多种多样，应根据具体实验需求和动物福利原则选择合适的采血方式。以下以小鼠、大鼠为例讲述实验动物的采血方式：

 

1、尾尖采血

 

这是最常用且操作简便的方法之一。首先将小鼠固定并暴露其尾巴，通常将其浸泡在40-50℃的温水中几分钟或用酒精棉球擦拭鼠尾，使血管充盈。然后用无菌手术刀快速剪去尾尖1-2mm，血液会自然流出。

 

图片来源于BioMice百奥动物

 

2、摘眼球采血

 

用左手拇指、食指和中指抓取小鼠的颈部头皮，小指和无名指固定尾巴。轻压需要摘取的眼部皮肤，使眼球充血突出。用眼科剪剪去小鼠的胡须，防止血从胡须处留下引起溶血。用眼科弯镊夹取眼球并快速摘取，并使血液从眼眶内流入0.5ml EP管中。

 

3、眼眶静脉丛采血：

 

此方法适用于多次重复采血，具有成功率高、死亡率低的优点。但需要注意的是，该方法不能采集到无菌的血样，因为血液中可能混有眼窝内的组织液和腺体分泌物。采血后需要一定的组织修复时间，一般两次采血间隔应为10-14天。

 

图片来源于BioMice百奥动物

 

4、心脏采血：

 

这种方法较为复杂，需要将小鼠麻醉后仰卧固定于动物台上，剪去胸前区被毛，皮肤消毒。使用4-5号针头的注射器在左侧第3-4肋间心搏动最强处进针刺入心脏，缓慢回抽针筒以获取血液样本。

 

图片来源于BioMice百奥动物

 

5、颈静脉采血：

 

无需麻醉，直接从穿刺点进针采集血液。此方法要求操作者技术娴熟，并且由于动物未麻醉和相应的器械固定，动物容易挣扎，增加进针难度。

 

图片来源于集萃药康

 

6、隐静脉采血：

 

常用于少量血液采集，无需麻醉。待动物固定后，在后腿外侧区域剃毛后暴露采血点，用采血针刺入即可获得血液样本。

 

图片来源于BioMice百奥动物

 

7、颌下静脉丛采血：

 

这是一种快速、简单且人性化的小鼠采血方法，通过面部进针点采集血液。该方法保证顺利采集实验血样的基础上将对动物的影响降到最低。

 

图片来源于南模生物

 

注意事项：

 

（1）操作迅速、轻柔，避免对动物造成不必要的伤害。

 

（2）确保每次采血前后都进行适当的止血措施，以防止出血过多。

 

（3）尾尖在长期反复取血的情况下，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。

 

（4）尽量在满足实验要求的基础上选择简单易行且对动物伤害较小的采血方法。

 

五、处死

 

小鼠与大鼠的处死方法多种多样，但主要可以归纳为以下几种：

 

1、颈椎脱臼法：

 

这是大鼠和小鼠最常用的处死方法。即使用外部力量使动物的颈椎脱臼，从而导致脊髓与脑髓断开，使动物迅速失去生命体征。

 

详细步骤如下：

 

（1）先将大、小鼠麻醉。

 

（2）用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。用左手固定枕寰关节。

 

（3）右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，快速使枕寰关节脱臼。

 

（4）脊髓与脑干断离，动物立即死亡。 

 

 

2、二氧化碳窒息法：

 

将小鼠或大鼠放入盛有二氧化碳气体的容器中，通过替换氧气达到窒息效果。因其使用简便、危害小、低成本等优点被广泛应用于小型动物的安乐死。对于犬、猪等大型动物，暴露于不断增加浓度的二氧化碳下会引发严重的挣扎和痛苦，因此不适用于这些动物。

 

详细步骤如下：

 

（1）准备干净、透明的装有通气孔的密闭盒及二氧化碳钢瓶。

 

（2）提供空气或氧气使大鼠或小鼠适应低氧的环境。

 

（3）持续增加CO₂浓度，直到达到100%。AVMA（美国兽医协会）要求CO₂置换率为每分钟30%-70%容器体积，以确保在引起疼痛之前，动物已失去意识。

 

（4）给药后，观察小鼠或大鼠反应。若出现呼吸或心跳停止，则二氧化碳量足够。

 

（5）在动物失去生命体征后，可以通过物理方法（如气管穿孔）确认死亡。