1. 实验原理  

 

1.1 高脂饮食诱导代谢紊乱的模型基础

C57BL/6小鼠对高脂饮食（HFD）高度敏感，长期摄入高脂肪可诱导：

脂代谢紊乱：肝脏脂质合成（SREBP1c/FAS通路）增强，脂肪酸氧化（PPARα/CPT1通路）抑制，导致血清TG、LDLC升高，HDLC降低。 

胰岛素抵抗：脂肪组织炎症（TNFα、IL6↑）干扰胰岛素信号传导，引发血糖调控异常。 

氧化应激：过量游离脂肪酸促进活性氧（ROS）生成，导致肝脏MDA积累，SOD、GSHPx活性下降。 

 

1.2 实验设计的科学依据  

剂量选择：50-200 mg/kg/d参考人类膳食DHA推荐量（250-500 mg/d）及文献有效剂量。 

阳性对照（鱼油）：验证裂殖壶藻DHA与传统来源的效果差异，排除其他脂肪酸干扰。 

检测指标关联性： 

肝脏脂质含量与病理：直接反映DHA对脂沉积的改善效果。 

AMPK/PPARα通路：关键靶点验证DHA的分子作用机制。 

 

1.3技术路线

高脂饮食 → 脂代谢失衡 + 炎症/氧化应激 → DHA干预 → 激活脂氧化/抑制脂合成 + 抗炎抗氧化 → 改善血脂谱、减轻肝脏损伤。 

 

1.4 实验目的

明确裂殖壶藻藻油中DHA对高脂饮食诱导的C57BL/6小鼠脂代谢紊乱的改善作用。  

揭示DHA通过调控肝脏脂质合成、氧化及炎症通路改善代谢综合征的潜在机制。

 

1.5 灌胃

灌胃是动物实验中精确控制给药剂量和时间的常用方法，尤其适用于肥胖小鼠模型的长期干预研究。通过灌胃给予稀释后的DHA裂壶藻油等实验药物，可避免试验饲料摄入不均导致的剂量偏差，并直接观察药物对代谢指标（如血脂、血糖）的调控作用。  

 

2. 实验材料 

 

耗材：1 mL无菌注射器、钝头不锈钢灌胃针（20–22 g，长度3-4 cm）、无菌EP管、离心管  

试剂：DHA裂壶藻油（含0.1%维生素E抗氧化剂）、橄榄油  

设备：电子天平（精度0.1 mg）、微量移液器（10–1000 μL） 、小鼠固定器（或自制固定装置）

动物：  C57BL/6 SPF级小鼠 4-6周龄

实验周期：建模九周，以高脂模型组小鼠均体重超过对照组均体重的15%-20% 视为肥胖小鼠模型建模成功，然后开始灌胃给药干预十周

 

3. 实验步骤

  

3.1 实验动物组别设计思路

 

3.1.1 核心组别设计原则  

 

对照全面性：覆盖正常状态、疾病模型、干预效果及潜在干扰因素。 

 

逻辑递进性：从基础对照到干预梯度，明确因果链条。 

 

科学严谨性：排除非目标变量（如溶剂、操作应激）干扰。

 

3.1.2 具体分组方案（每组8-10只） 

 

 

3. 1.3 分组逻辑

 

NC vs HFD：验证高脂饮食是否成功诱导代谢紊乱（肥胖、高血脂等）。 

 

HFD vs HFDV：排除溶剂（如橄榄油）对结果的影响（若溶剂本身含脂肪酸）。 

 

HFDV vs LDHA/HDHA：明确裂殖壶藻DHA的独立作用，区分剂量效应。 

 

HDHA vs PC：对比藻源与鱼源DHA的生物等效性，排除其他脂肪酸干扰。 

 

3.1.4 关键设计细节

 

溶剂选择：若裂殖壶藻藻油需稀释，优先使用与藻油兼容的中性溶剂（如橄榄油、羧甲基纤维素钠），避免引入活性成分。 

 

剂量依据： 

 

低剂量（50 mg/kg/d）：模拟人类膳食补充剂量（约250-500 mg/60 kg成人）。 

高剂量（200 mg/kg/d）：参考文献中有效剂量阈值，验证超生理剂量效果。 

阳性对照匹配：确保鱼油组DHA含量与HDHA组严格一致（通过HPLC定量）。 

 

3.1.5. 排除干扰因素

 

操作对照：所有灌胃组统一操作频率与时间，避免昼夜节律干扰。 

 

体重匹配：实验前根据体重分层随机分组，确保组间初始体重无差异。 

 

盲法设计：实验人员对分组信息设盲，减少主观偏差。 

 

3.2 药物配制  

1. 移液器吸取5 mL的500 mg/kgDHA裂壶藻油加入到装有45mL橄榄油的EP管中，涡旋混匀，配置浓度为50 mg/mL浓度的DHA药物溶液，吸取20 mL的500 mg/mL DHA裂壶藻油药物溶液到30mL橄榄油的EP管中，配置200 mg/mL的DHA药物溶液。然后涡旋振荡1 min至溶液均一。 

2. 配制后立即使用，或避光保存于4℃（不超过24 h）。 

 

3.3 小鼠固定与灌胃操作  

以下是关于小鼠灌胃操作的注意事项，针对裂殖壶藻藻油干预实验的特别说明：

1. 灌胃前准备

器材选择：

使用小鼠专用钝头灌胃针（规格：1.52 cm长，直径11.5 mm），避免尖锐针头损伤食道或胃黏膜。 

灌胃体积一般不超过0.1 mL/10 g体重（如20 g小鼠单次≤0.2 mL），避免胃部过度扩张。

藻油制备：

藻油为黏稠液体，需用溶剂（如橄榄油）稀释至50mg/kg,200mg/kg确保均匀悬浮。 

灌胃前充分混匀，避免有效成分（如DHA/EPA）沉淀导致剂量偏差。

 

2. 灌胃操作规范

小鼠固定：

抓取小鼠颈后皮肤，使其头部与身体呈直线，轻轻向后倾斜（约30°），便于灌胃针顺食道进入胃部。 

避免过度压迫颈部导致窒息或应激反应。

 

 

进针深度控制：

根据小鼠体重调整进针深度（参考：每10 g体重进针3-4 cm）。 

关键步骤：灌胃针进入口腔后，沿上颚缓慢滑入食道，若遇阻力或小鼠剧烈挣扎，立即退出重新操作，避免刺破食道或气管。

 

灌药速度：

缓慢匀速推注液体（约0.1 mL/s），防止反流或误吸入肺。

 

3. 灌胃后观察

不良反应监测：

灌胃后观察小鼠12 min，确认无呼吸困难、咳嗽（可能提示误入气管）或呕吐。 

若出现异常（如窒息、出血），立即停止实验并联系兽医处理。

记录与调整：

记录每日实际灌胃体积、小鼠体重及状态，及时调整剂量（如体重变化超过10%需重新计算灌胃体积）。

 

4. 特殊注意事项

藻油特性：

裂殖壶藻藻油可能含高比例多不饱和脂肪酸（易氧化），建议现用现配，或分装后避光保存于-20℃。 

若藻油需与饲料混合（如长期干预），需评估其热稳定性（避免高温灭菌破坏活性成分）。

实验一致性：

固定操作人员：由同一人完成灌胃操作，减少操作差异。 

空腹灌胃：建议在每日固定时间（如上午9点）空腹灌胃，避免食物干扰吸收。

 

5. 进行3-5次模拟训练（使用小鼠或模型）后再开展正式实验。通过规范操作可最大限度减少实验误差和动物损伤，确保裂殖壶藻藻油干预结果的可靠性。如需进一步优化细节，可结合预实验结果调整！

 

3.4 灌胃后处理  

1. 记录给药时间、剂量及小鼠状态（如活动度、粪便形态）。 

2. 若出现腹泻，次日降低剂量20%或调整溶剂比例。 

 

4 注意事项

 

灌胃针选择：务必使用钝头针，尖锐针头易划伤消化道黏膜。 

推注速度控制：过快易导致反流，建议每0.1 mL耗时3-5 s。 

药物稳定性：DHA易氧化，需现配现用；若需储存，低温密封避光。 

禁食处理：灌胃前禁食4 h（不禁水），减少呕吐风险。 

抓取固定：右手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，掌心固定尾部，使小鼠呈仰卧位。 

插入灌胃针：将灌胃针沿小鼠口腔右侧壁缓慢插入（约2–3 cm），遇阻力时轻退调整角度，避免损伤食道。 

推注药物：匀速推注药液（0.1mL/10g体重），观察小鼠无呛咳后缓慢退出针头。

异常情况处理： 

若小鼠剧烈挣扎，暂停操作并检查灌胃针位置。 

灌胃后出现呼吸急促，可能误入气管，需立即停止实验并观察。  

常见错误与预防：

 

5. 参考资料  

 

[1] 裂壶藻DHA的抗氧化复配技术及稳定性研究  

 

[2] C57BL/6小鼠高脂饮食诱导肥胖模型构建指南  

 

[3] 动物实验灌胃操作规范（国家实验动物福利伦理委员会）